

Митохондриальная динамика и значение ее нарушений в развитии детских болезней. Часть I. Физиологические и неврологические аспекты
https://doi.org/10.21508/1027-4065-2024-69-1-25-33
Аннотация
Динамика митохондриальных преобразований в клетке вызывает в последние годы все больший интерес как представителей фундаментальной науки, так и исследователей в области прикладной медицины. Растет число наблюдений, доказывающих важное регуляторное влияние митохондриальной динамики на разнообразные физиологические и патологические процессы во многих, если не во всех, органных и тканевых структурах. Представляются все более важными перспективы изучения особенностей и регуляторов этих процессов для понимания патогенеза заболеваний, разработки их новых биомаркеров, а также технологий лечения.
Цель настоящей статьи — обзор полученных в отношении митохондриальной динамики фактов, которые с точки зрения авторов заслуживают внимания педиатров.
Объем соответствующей информации оказался слишком широк, чтобы уместиться в рамках одной статьи, что заставило разделить ее на несколько последовательных публикаций. В части I приведены сведения об основных процессах, включенных в понятие «митохондриальная динамика», о значении поддержания баланса последней для онтогенеза и тканевого гомеостаза, а также данные о ее нарушениях при болезнях нервной системы у детей.
Об авторах
В. С. СухоруковРоссия
Владимир Сергеевич Сухоруков, д. м. н., проф., зав. лабораторией, проф.
Институт мозга
лаборатория нейроморфологии
кафедра гистологии, эмбриологии и цитологии
117997
ул. Островитянова, д. 1
Москва
Т. И. Баранич
Россия
Татьяна Ивановна Баранич, к. м. н., ст. науч. сотр.
Институт мозга
лаборатория нейроморфологии
117997
ул. Островитянова, д. 1
Москва
А. В. Егорова
Россия
Анна Валериевна Егорова, к. м. н., науч. сотр.
Институт мозга
лаборатория нейроморфологии
117997
ул. Островитянова, д. 1
Москва
Е. Н. Федорова
Россия
Евгения Николаевна Федорова, лаборант-исследователь
Институт мозга
лаборатория нейроморфологии
117997
ул. Островитянова, д. 1
Москва
К. А. Скворцова
Россия
Кристина Андреевна Скворцова, лаборант, студентка
Институт мозга
лаборатория нейроморфологии
117997
ул. Островитянова, д. 1
Москва
Д. А. Харламов
Россия
Дмитрий Алексеевич Харламов, к. м. н., вед. науч. сотр.
119620
ул. Авиаторов, д. 38
Москва
А. И. Крапивкин
Россия
Алексей Игоревич Крапивкин, д. м. н., дир. центра, проф.
педиатрический факультет
кафедра госпитальной педиатрии им. академика В. А. Таболина
117997
ул. Островитянова, д. 1
Москва
Список литературы
1. Popov L.D. Mitochondrial biogenesis: An update. J Cell Mol Med 2020; 24(9): 4892–4899. DOI: 10.1111/jcmm.15194
2. Sprenger H.G., Langer T. The Good and the Bad of Mitochondrial Breakups. Trends Cell Biol 2019; 29(11): 888–900. DOI: 10.1016/j.tcb.2019.08.003
3. Kleele T., Rey T., Winter J., Zaganelli S., Mahecic D., Perreten Lambert H. et al. Distinct fission signatures predict mitochondrial degradation or biogenesis. Nature 2021; 593 (7859): 435–439. DOI: 10.1038/s41586–021–03510–6
4. Chiu Y.H., Lin S.A., Kuo C.H., Li C.J. Molecular Machinery and Pathophysiology of Mitochondrial Dynamics. Front Cell Dev Biol 2021; 9: 743892. DOI: 10.3389/fcell.2021.743892
5. Jones A., Thornton C. Mitochondrial dynamics in the neonatal brain — a potential target following injury? Biosci Rep 2022; 42(3): BSR20211696. DOI: 10.1042/BSR20211696
6. Friedman J.R., Lackner L.L., West M., DiBenedetto J.R., Nunnari J., Voeltz G.K. ER tubules mark sites of mitochondrial division. Science 2011; 334(6054): 358–362. DOI: 10.1126/science.1207385
7. Sukhorukov V.S., Voronkova A.S., Baranich T.I., Gofman A.A., Brydun A.V., Knyazeva L.A. et al. Molecular Mechanisms of Interactions between Mitochondria and the Endoplasmic Reticulum: A New Look at How Important Cell Functions are Supported. Mol Biol (Mosk) 2022; 56: 69–82. Russian. DOI: 10.31857/S0026898422010098
8. Narendra D.P., Youle R.J. Targeting mitochondrial dysfunction: role for PINK1 and Parkin in mitochondrial quality control. Antioxid Redox Signal 2011; 14(10): 1929–1938. DOI: 10.1089/ars.2010.3799
9. Chan D.C. Mitochondrial Dynamics and Its Involvement in Disease. Annu Rev Pathol 2020; 15: 235–259. DOI: 10.1146/annurev-pathmechdis-012419–032711
10. Adebayo M., Singh S., Singh A.P., Dasgupta S. Mitochondrial fusion and fission: The fine-tune balance for cellular homeostasis. FASEB J 2021; 35(6): e21620. DOI: 10.1096/fj.202100067R
11. Meeusen S., McCaffery J.M., Nunnari J. Mitochondrial fusion intermediates revealed in vitro. Science 2004; 305(5691): 1747–1752. DOI: 10.1126/science.1100612
12. Malka F., Guillery O., Cifuentes-Diaz C., Guillou E., Belenguer P., Lombès A. et al. Separate fusion of outer and inner mitochondrial membranes. EMBO Rep 2005; 6(9): 853–859. DOI: 10.1038/sj.embor.7400488
13. Ban T., Ishihara T., Kohno H., Saita S., Ichimura A., Maenaka K. et al. Molecular basis of selective mitochondrial fusion by heterotypic action between OPA1 and cardiolipin. Nat Cell Biol 2017; 19(7): 856–863. DOI: 10.1038/ncb3560
14. Zhu T., Hu Q., Yuan Y., Yao H., Zhang J., Qi J. Mitochondrial dynamics in vascular remodeling and target-organ damage. Front Cardiovasc Med 2023; 10: 1067732. DOI: 10.3389/fcvm.2023.1067732
15. Tilokani L., Nagashima S., Paupe V., Prudent J. Mitochondrial dynamics: overview of molecular mechanisms. Essays Biochem 2018; 62(3): 341–360. DOI: 10.1042/EBC20170104
16. de Brito O.M., Scorrano L. Mitofusin 2 tethers endoplasmic reticulum to mitochondria. Nature 2008; 456(7222): 605–610. DOI: 10.1038/nature07534. Erratum in: Nature 2014; 513 (7517): 266
17. Santel A., Frank S., Gaume B., Herrler M., Youle R.J., Fuller M.T. Mitofusin-1 protein is a generally expressed mediator of mitochondrial fusion in mammalian cells. J Cell Sci 2003; 116(Pt 13): 2763–2774. DOI: 10.1242/jcs.00479
18. Mattie S., Riemer J., Wideman J.G., McBride H.M. A new mitofusin topology places the redox-regulated C terminus in the mitochondrial intermembrane space. J Cell Biol 2018; 217(2): 507–515. DOI: 10.1083/jcb.201611194
19. Ishihara N., Fujita Y., Oka T., Mihara K. Regulation of mitochondrial morphology through proteolytic cleavage of OPA1. EMBO J 2006; 25(13): 2966–2977. DOI: 10.1038/sj.emboj.7601184
20. Song Z., Chen H., Fiket M., Alexander C., Chan D.C. OPA1 processing controls mitochondrial fusion and is regulated by mRNA splicing, membrane potential, and Yme1L. J Cell Biol 2007; 178(5): 749–755. DOI: 10.1083/jcb.200704110
21. Liu X., Weaver D., Shirihai O., Hajnóczky G. Mitochondrial ‘kiss-and-run’: interplay between mitochondrial motility and fusion-fission dynamics. EMBO J 2009; 28(20): 3074–3089. DOI: 10.1038/emboj.2009.255
22. Yao C.H., Wang R., Wang Y., Kung C.P., Weber J.D., Patti G.J. Mitochondrial fusion supports increased oxidative phosphorylation during cell proliferation. Elife 2019; 8: e41351. DOI: 10.7554/eLife.41351
23. Ng M.Y.W., Wai T., Simonsen A. Quality control of the mitochondrion. Dev Cell 2021; 56(7): 881–905. DOI: 10.1016/j.devcel.2021.02.009
24. Wolf D.M., Segawa M., Kondadi A.K., Anand R., Bailey S.T., Reichert A.S. et al. Individual cristae within the same mitochondrion display different membrane potentials and are functionally independent. EMBO J 2019; 38(22): e101056. DOI: 10.15252/embj.2018101056
25. Feng X., Zhang W., Yin W., Kang Y.J. The involvement of mitochondrial fission in maintenance of the stemness of bone marrow mesenchymal stem cells. Exp Biol Med (Maywood) 2019; 244(1): 64–72. DOI: 10.1177/1535370218821063
26. Ren L., Chen X., Chen X., Li J., Cheng B., Xia J. Mitochondrial Dynamics: Fission and Fusion in Fate Determination of Mesenchymal Stem Cells. Front Cell Dev Biol 2020; 8: 580070. DOI: 10.3389/fcell.2020.580070
27. Son M.J., Kwon Y., Son M.Y., Seol B., Choi H.S., Ryu S.W. et al. Mitofusins deficiency elicits mitochondrial metabolic reprogramming to pluripotency. Cell Death Differ 2015; 22(12): 1957–1969. DOI: 10.1038/cdd.2015.43
28. Zhong X., Cui P., Cai Y., Wang L., He X., Long P. et al. Mitochondrial Dynamics Is Critical for the Full Pluripotency and Embryonic Developmental Potential of Pluripotent Stem Cells. Cell Metab 2019; 29(4): 979–992.e4. DOI: 10.1016/j.cmet.2018.11.007
29. Fujiwara M., Tian L., Le P.T., DeMambro V.E., Becker K.A., Rosen C.J. et al. The mitophagy receptor Bcl-2-like protein 13 stimulates adipogenesis by regulating mitochondrial oxidative phosphorylation and apoptosis in mice. J Biol Chem 2019; 294(34): 12683–12694. DOI: 10.1074/jbc.RA119.008630
30. Forni M.F., Peloggia J., Trudeau K., Shirihai O., Kowaltowski A.J. Murine Mesenchymal Stem Cell Commitment to Differentiation Is Regulated by Mitochondrial Dynamics. Stem Cells 2016; 34(3): 743–755. DOI: 10.1002/stem.2248
31. Fang D., Yan S., Yu Q., Chen D., Yan S.S. Mfn2 is Required for Mitochondrial Development and Synapse Formation in Human Induced Pluripotent Stem Cells/hiPSC Derived Cortical Neurons. Sci Rep 2016; 6: 31462. DOI: 10.1038/srep31462
32. Luchsinger L.L., de Almeida M.J., Corrigan D.J., Mumau M., Snoeck H.W. Mitofusin 2 maintains haematopoietic stem cells with extensive lymphoid potential. Nature 2016; 529(7587): 528–531. DOI: 10.1038/nature16500
33. Yapa N.M.B., Lisnyak V., Reljic B., Ryan M.T. Mitochondrial dynamics in health and disease. FEBS Lett 2021; 595(8): 1184–1204. DOI: 10.1002/1873–3468.14077
34. Green A., Hossain T., Eckmann D.M. Mitochondrial dynamics involves molecular and mechanical events in motility, fusion and fission. Front Cell Dev Biol 2022; 10: 1010232. DOI: 10.3389/fcell.2022.1010232
35. Al Ojaimi M., Salah A., El-Hattab A.W. Mitochondrial Fission and Fusion: Molecular Mechanisms, Biological Functions, and Related Disorders. Membranes (Basel) 2022; 12(9): 893. DOI: 10.3390/membranes12090893
36. Pareyson D., Saveri P., Pisciotta C. New developments in Charcot-Marie-Tooth neuropathy and related diseases. Curr Opin Neurol 2017; 30(5): 471–480. DOI: 10.1097/WCO.0000000000000474
37. Horvath R., Medina J., Reilly M.M., Shy M.E., Zuchner S. Peripheral neuropathy in mitochondrial disease. Handb Clin Neurol 2023; 194: 99–116. DOI: 10.1016/B978–0–12–821751–1.00014–2
38. Liu Y.T., Laurá M., Hersheson J., Horga A., Jaunmuktane Z., Brandner S. et al. Extended phenotypic spectrum of KIF5A mutations: From spastic paraplegia to axonal neuropathy. Neurology 2014; 83(7): 612–619. DOI: 10.1212/WNL.0000000000000691
39. Shirokova O.M., Pchelin P.V., Mukhina I.V. MERCs. The Novel Assistant to Neurotransmission? Front Neurosci 2020; 14: 589319. DOI: 10.3389/fnins.2020.589319
40. Zaman M., Shutt T.E. The Role of Impaired Mitochondrial Dynamics in MFN2-Mediated Pathology. Front Cell Dev Biol 2022; 10: 858286. DOI: 10.3389/fcell.2022.858286
41. Gu Y., Guerra F., Hu M., Pope A., Sung K., Yang W. et al. Mitochondria dysfunction in Charcot Marie Tooth 2B Peripheral Sensory Neuropathy. Commun Biol 2022; 5(1): 717. DOI: 10.1038/s42003–022–03632–1
42. Hagberg H., Mallard C., Rousset C.I., Thornton C. Mitochondria: hub of injury responses in the developing brain. Lancet Neurol 2014; 13(2): 217–232. DOI: 10.1016/S1474–4422(13)70261–8
43. Cowell R.M., Blake K.R., Russell J.W. Localization of the transcriptional coactivator PGC-1alpha to GABAergic neurons during maturation of the rat brain. J Comp Neurol 2007; 502(1): 1–18. DOI: 10.1002/cne.21211
44. Jia L., Wang J., Cao H., Zhang X., Rong W., Xu Z. Activation of PGC-1α and Mitochondrial Biogenesis Protects Against Prenatal Hypoxic-ischemic Brain Injury. Neuroscience 2020; 432: 63–72. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2020.02.035
45. Agarwal S., Yadav A., Chaturvedi R.K. Peroxisome proliferator-activated receptors (PPARs) as therapeutic target in neurodegenerative disorders. Biochem Biophys Res Commun 2017; 483(4): 1166–1177. DOI: 10.1016/j.bbrc.2016.08.043
46. Arteaga O., Revuelta M., Urigüen L., Álvarez A., Montalvo H., Hilario E. Pretreatment with Resveratrol Prevents Neuronal Injury and Cognitive Deficits Induced by Perinatal Hypoxia-Ischemia in Rats. PLoS One 2015; 10(11): e0142424. DOI: 10.1371/journal.pone.0142424
47. Baburamani A.A., Hurling C., Stolp H., Sobotka K., Gressens P., Hagberg H. et al. Mitochondrial Optic Atrophy (OPA) 1 Processing Is Altered in Response to Neonatal Hypoxic-Ischemic Brain Injury. Int J Mol Sci 2015; 16(9): 22509–22526. DOI: 10.3390/ijms160922509
48. Vannucci R.C., Vannucci S.J. A model of perinatal hypoxic-ischemic brain damage. Ann N Y Acad Sci 1997; 835: 234–249. DOI: 10.1111/j.1749–6632.1997.tb48634.x
49. Demarest T.G., Waite E.L., Kristian T., Puche A.C., Waddell J., McKenna M.C. et al. Sex-dependent mitophagy and neuronal death following rat neonatal hypoxia-ischemia. Neuroscience 2016; 335: 103–113. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2016.08.026
50. Cheng M., Lin N., Dong D., Ma J., Su J., Sun L. PGAM5: A crucial role in mitochondrial dynamics and programmed cell death. Eur J Cell Biol 2021; 100(1): 151144. DOI: 10.1016/j.ejcb.2020.151144
51. Vongsfak J., Pratchayasakul W., Apaijai N., Vaniyapong T., Chattipakorn N., Chattipakorn S.C. The Alterations in Mitochondrial Dynamics Following Cerebral Ischemia/Reperfusion Injury. Antioxidants (Basel) 2021; 10(9): 1384. DOI: 10.3390/antiox10091384
52. Huang J., Chen L., Yao Z.M., Sun X.R., Tong X.H., Dong S.Y. The role of mitochondrial dynamics in cerebral ischemia-reperfusion injury. Biomed Pharmacother 2023; 162: 114671. DOI: 10.1016/j.biopha.2023.114671
53. Sharma J., Johnston M.V., Hossain M.A. Sex differences in mitochondrial biogenesis determine neuronal death and survival in response to oxygen glucose deprivation and reoxygenation. BMC Neurosci 2014; 15: 9. DOI: 10.1186/1471–2202–15–9
54. Quebedeaux T.M., Song H., Giwa-Otusajo J., Thompson L.P. Chronic Hypoxia Inhibits Respiratory Complex IV Activity and Disrupts Mitochondrial Dynamics in the Fetal Guinea Pig Forebrain. Reprod Sci 2022; 29(1): 184–192. DOI: 10.1007/s43032–021–00779-w
55. Mikhail A.I., Ng S.Y., Mattina S.R., Ljubicic V. AMPK is mitochondrial medicine for neuromuscular disorders. Trends Mol Med 2023; 29(7): 512–529. DOI: 10.1016/j.molmed.2023.03.008
56. Zilio E., Piano V., Wirth B. Mitochondrial Dysfunction in Spinal Muscular Atrophy. Int J Mol Sci 2022; 23(18): 10878. DOI: 10.3390/ijms231810878
57. Xu C.C., Denton K.R., Wang Z.B., Zhang X., Li X.J. Abnormal mitochondrial transport and morphology as early pathological changes in human models of spinal muscular atrophy. Dis Model Mech 2016; 9(1): 39–49. DOI: 10.1242/dmm.021766
58. Thelen M.P., Wirth B., Kye M.J. Mitochondrial defects in the respiratory complex I contribute to impaired translational initiation via ROS and energy homeostasis in SMA motor neurons. Acta Neuropathol Commun 2020; 8(1): 223. DOI: 10.1186/s40478–020–01101–6
59. Wang Y., Xu C., Ma L., Mou Y., Zhang B., Zhou S. et al. Drug screening with human SMN2 reporter identifies SMN protein stabilizers to correct SMA pathology. Life Sci Alliance 2019; 2(2): e201800268. DOI: 10.26508/lsa.201800268
60. Ripolone M., Ronchi D., Violano R., Vallejo D., Fagiolari G., Barca E. et al. Impaired Muscle Mitochondrial Biogenesis and Myogenesis in Spinal Muscular Atrophy. JAMA Neurol 2015; 72(6): 666–675. DOI: 10.1001/jamaneurol.2015.0178
61. Strauss M., Hofhaus G., Schröder R.R., Kühlbrandt W. Dimer ribbons of ATP synthase shape the inner mitochondrial membrane. EMBO J 2008; 27(7): 1154–60. DOI: 10.1038/emboj.2008.35
62. Isashiki Y., Kawabata E., Ohba N., Higuchi I., Nakagawa M., Osame M. Mitochondrial abnormalities in extraocular muscles in myotonic dystrophy. Neuro-Opthalmology 1989; 9: 115–122. DOI: 10.3109/01658108909007466
63. Mikhail A.I., Manta A., Ng S.Y., Osborne A.K., Mattina S.R., Mackie M.R. et al. A single dose of exercise stimulates skeletal muscle mitochondrial plasticity in myotonic dystrophy type 1. Acta Physiol (Oxf) 2023; 237(4): e13943. DOI: 10.1111/apha.13943
64. Moore T.M., Lin A.J., Strumwasser A.R., Cory K., Whitney K., Ho T. et al. Mitochondrial Dysfunction Is an Early Consequence of Partial or Complete Dystrophin Loss in mdx Mice. Front Physiol 2020; 11: 690. DOI: 10.3389/fphys.2020.00690
65. Hardee J.P., Caldow M.K., Chan A.S.M., Plenderleith S.K., Trieu J., Koopman R. et al. Dystrophin deficiency disrupts muscle clock expression and mitochondrial quality control in mdx mice. Am J Physiol Cell Physiol 2021; 321(2): C288–C296. DOI: 10.1152/ajpcell.00188.2021
66. Харламов Д.А., Крапивкин А.И., Сухоруков В.С., Куфтина Л.А., Грознова О.С. Неврологические нарушения при митохондриальной энцефаломиопатии — лактатацидозе с инсультоподобными эпизодами (синдроме MELAS). Российский вестник перинатологии и педиатрии 2012; 4(2): 36–42.
67. Burgin H.J., Lopez Sanchez M.I.G., Smith C.M., Trounce I.A., McKenzie M. Pioglitazone and Deoxyribonucleoside Combination Treatment Increases Mitochondrial Respiratory Capacity in m.3243A>G MELAS Cybrid Cells. Int J Mol Sci 2020; 21(6): 2139. DOI: 10.3390/ijms21062139
Рецензия
Для цитирования:
Сухоруков В.С., Баранич Т.И., Егорова А.В., Федорова Е.Н., Скворцова К.А., Харламов Д.А., Крапивкин А.И. Митохондриальная динамика и значение ее нарушений в развитии детских болезней. Часть I. Физиологические и неврологические аспекты. Российский вестник перинатологии и педиатрии. 2024;69(1):25-33. https://doi.org/10.21508/1027-4065-2024-69-1-25-33
For citation:
Sukhorukov V.S., Baranich T.I., Egorova A.V., Fedorova E.N., Skvortsova K.A., Kharlamov D.A., Krapivkin A.I. Mitochondrial dynamics and the significance of its disturbances in the development of childhood diseases. Part I. Physiological and neurological aspects. Rossiyskiy Vestnik Perinatologii i Pediatrii (Russian Bulletin of Perinatology and Pediatrics). 2024;69(1):25-33. (In Russ.) https://doi.org/10.21508/1027-4065-2024-69-1-25-33